Unidad de Microscopía e Imagen Molecular

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Unidad de Microscopía e Imagen Molecular

Presentación de la Unidad de Microscopía e Imagen Molecular

La microscopía óptica es una técnica que permite la observación de muestras en su mayoría traslúcidas, o en el caso de ser opacas, con una superficie de reflexión que no se encuentra perfectamente pulida. La luz incide sobre la muestra a distintas profundidades, generando una imagen borrosa debido a la detección de luz procedente de zonas fuera del plano de enfoque, lo que provoca una importante degradación en la nitidez, contraste y resolución de la imagen.

La microscopía láser confocal aparece con gran éxito tras el desarrollo del láser, logrando excelentes resultados en diversas disciplinas (medicina, biología, geología, etc.), debido a sus indudables ventajas frente a la microscopía óptica tradicional. El principio de la microscopía láser confocal se basa en la eliminación de la luz reflejada o fluorescencia procedente de los planos fuera de foco. Para ello, se ilumina la muestra punto por punto con una línea de láser y se detecta únicamente la luz que proviene del plano focal, eliminándose los haces de los planos inferiores y superiores, generando de esta manera imágenes de elevada nitidez, contraste y resolución. Además, con la microscopía láser confocal se pueden obtener secciones ópticas de la muestra, lo que permite su estudio tridimensional.

La microscopía de Fluorescencia de Reflexión Interna Total (TIRF) se basa en un tipo de iluminación que genera una onda o campo evanescente de un grosor aproximado de 100 nm, produciendo la excitación de una región limitada de la muestra, localizada adyacente a la interfase entre dos medios que presentan distintos índices de refracción. En la práctica, la interfase más comúnmente utilizada en TIRF, es el área de contacto entre la membrana plasmática basal de la célula y el vidrio o sustrato sobre el que se adhiere la célula. La microscopía TIRF permite llevar a cabo un amplio rango de aplicaciones en biología celular, como analizar la localización y distribución dinámica de moléculas fluorescentes cerca de la membrana plasmática basal de las células.

La técnica de microdisección por captura láser se centra en la observación y separación de células únicas o pequeños grupos celulares de un tejido heterogéneo de manera selectiva, eficiente y rápida, lo que posibilita el estudio sistemático de la calidad y cantidad de biomoléculas (DNA, RNA o proteínas) en poblaciones celulares específicas. Esta tecnología, que originalmente fue desarrollada para el análisis molecular de tumores, hoy puede ser aplicada a una gran variedad de tejidos, y facilita el estudio de las bases moleculares de numerosas enfermedades, como aquellas asociadas a la variabilidad genética humana, tales como cáncer, enfermedades raras, enfermedades degenerativas, diabetes e hipertensión, entre otras.

La Unidad de Microscopía e Imagen Molecular en GENYO se dedica a la aplicación y el desarrollo de diferentes técnicas avanzadas de microscopía láser confocal, como el análisis de la localización y distribución dinámica de moléculas de interés en células o modelos animales, abriendo un abanico muy amplio de nuevas posibilidades a la hora de abordar estudios dinámicos de procesos celulares. También cuenta con equipamiento específico para realizar la técnica de microscopía de Fluorescencia de Reflexión Interna Total (TIRF), con el fin de visualizar procesos de movilidad celular, agregación y adhesión de proteínas, endocitosis, exocitosis y transporte de vesículas entre otros, procesos localizados en la región de la membrana plasmática basal de las células. Asimismo, en la unidad se lleva a cabo la técnica de microdisección por captura láser, que permite el aislamiento de poblaciones celulares puras o células individuales para su posterior estudio genómico o proteómico.

 

Misión

La Unidad de Microscopía e Imagen Molecular tiene como labor principal proporcionar apoyo técnico en las áreas de la microscopía de epifluorescencia, microscopía láser confocal, microscopía TIRF y microdisección por captura láser, tanto a los grupos de investigación del centro, como a entidades externas.

Gracias al equipamiento tecnológico de última generación que posee la unidad, y a la gran experiencia del personal responsable científico y técnico en microscopía de epifluorescencia, microscopía confocal avanzada, microscopía TIRF y microdisección láser, es posible desarrollar las aplicaciones requeridas por los usuarios, y alcanzar una de las prioridades de GENYO, como es la integración de la investigación básica, aplicada y traslacional, minimizando los tiempos entre el desarrollo de nuevas tecnologías, productos y procedimientos y su aplicación en el ámbito sanitario. Así como participar en la generación de nuevos sistemas de diagnóstico, prevención y tratamiento de enfermedades asociadas a la variabilidad genética humana mediante la aplicación de las nuevas tecnologías basadas en imagen molecular, con el fin de lograr una investigación de excelencia en el área de oncología y genómica aplicada a la salud.

La Unidad de Microscopía e Imagen Molecular centra su actividad en la microscopía de epifluorescencia, la microscopía láser confocal y la microscopía TIRF, que permiten analizar la localización de moléculas de interés mediante técnicas de inmunofluorescencia o fusión a proteínas fluorescentes (CFP, GFP, YFP, mRFP, mCherry, etc.) tanto en células fijadas como vivas, lo que posibilita abordar entre otros, estudios de procesos celulares dinámicos. Asimismo, en la unidad se lleva a cabo la actividad de microdisección por captura láser, que facilita el aislamiento de poblaciones celulares específicas en secciones tisulares heterogéneas o de células individuales para su posterior estudio genómico o proteómico.

Microscopía de Epifluorescencia

La microscopía de epifluorescencia utiliza como fuente de iluminación la luz procedente de una lámpara que emite a distintas longitudes de onda, mediante un filtro se selecciona la longitud de onda de excitación adecuada dependiendo del fluorocromo presente en la muestra, de tal forma que la luz reflejada o fluorescencia emitida por el espécimen después de atravesar un sistema de filtros de emisión, llega al detector o cámara, obteniéndose finalmente la imagen digital en el ordenador.

La Unidad de Microscopía e Imagen Molecular de GENYO está dotada de diversos equipos de microscopía de epifluorescencia como: Nikon Eclipse 50i, Nikon Eclipse 80i, Nikon Eclipse 90i con cámara espectral y platina motorizada, Nikon Eclipse TE2000-U y Zeiss Axio Imager A.1, que permiten la adquisición de imágenes con técnicas de luz transmitida (campo claro, contraste de fases y contraste interferencial (DIC)), así como la adquisición de imágenes de fluorescencia a partir de muestras fijadas que presentan un sólo fluorocromo (marcaje simple) o varios (marcaje múltiple).

Microscopía Láser Confocal

La microscopía láser confocal, a diferencia de la microscopía de epifluorescencia, permite obtener imágenes de alta resolución, nitidez y contraste de un único plano focal de la muestra al eliminar la luz procedente de los planos fuera de foco. El microscopio láser confocal adquiere imágenes de muestras que reflejan la luz emitiendo fluorescencia, siendo en este caso la fuente de iluminación el láser, que excita punto por punto el espécimen y mediante un sistema de barrido, puede desplazarse por todo el plano focal. La fluorescencia emitida por el plano focal de la muestra es detectada por un fotomultiplicador y transformada en una señal electrónica que se digitaliza y almacena en un ordenador, visualizándose una imagen de elevada calidad a través del monitor.

El microscopio láser confocal permite estudiar muestras marcadas con varios fluorocromos, recogiendo las señales emitidas por éstos sin solapamiento mediante la detección a medida de los espectros de emisión de cada fluorocromo. Se genera de esta forma múltiples imágenes, una por cada fluorocromo detectado, que finalmente pueden superponerse en una sola imagen.

Una de las grandes ventajas de la microscopía confocal es la posibilidad de variar la posición del plano focal y poder capturar imágenes a distintas alturas en el eje Z de la muestra, obteniendo de esta manera un conjunto de secciones ópticas a las que es posible aplicar técnicas de reconstrucción que nos permiten visualizar la estructura tridimensional del espécimen.

En el campo de la microscopía láser confocal, GENYO dispone de tecnología de última generación como es el Microscopio Láser Confocal LSM 710 (Zeiss), dotado de cámara de incubación con control de CO2 y temperatura para abordar ensayos con muestras vivas.

Microscopía de Fluorescencia de Reflexión Interna Total (TIRF)

La microscopía de Fluorescencia de Reflexión Interna Total (TIRF), también conocida como “microscopía por onda evanescente”, se basa en la excitación selectiva de fluoróforos localizados en un ambiente acuoso o celular, muy cercanos a la zona basal o de interfase muestra/vidrio, sin llegar a excitar a los fluoróforos situados por encima de esta región. En la microscopía TIRF, la onda evanescente es generada por una luz de excitación que incide con un ángulo específico sobre la interfase entre el cubreobjetos y la muestra, que permite la reflexión interna total de la luz, produciendo un campo electromagnético en la zona de interfase de la misma frecuencia que la luz incidente, de un grosor aproximado de 100 nm, y cuya intensidad decae exponencialmente con la distancia a la interfase. Gracias a la microscopía TIRF se pueden obtener imágenes de elevado ratio señal/ruido en la zona de contacto muestra/vidrio, sin contribución de la fluorescencia procedente del resto del volumen de la muestra.

La microscopía TIRF ha permitido desarrollar numerosas aplicaciones en el campo de la biología celular como: la visualización específica de las regiones de contacto célula/vidrio o célula/sustrato, detección y espectroscopía de molécula única localizada en la zona de interfase muestra/vidrio, procesos de endocitosis y exocitosis, tráfico vesicular, distribución de proteínas en la membrana plasmática basal de las células, procesos de adhesión célula-célula, estudios dinámicos del citoesqueleto en células vivas, entre otros.

La microscopía TIRF presenta ciertas ventajas frente a otros tipos de técnicas, ya que permite obtener imágenes con mayor señal y menor ruido que la microscopía de epifluorescencia en las zonas de contacto entre la membrana plasmática basal de las células y el vidrio o sustrato sobre el que se adhieren, así como poder realizar una sección óptica más fina y en un periodo de tiempo más corto que la microscopía láser confocal, en una región muy específica como es la zona de interfase muestra/vidrio.

La Unidad de Microscopía e Imagen Molecular de GENYO está dotada de un Microscopio de Epifluorescencia Nikon Eclipse Ti-E con módulo TIRF, equipado con diferentes líneas de láser, un objetivo 100x de gran apertura numérica (1.49), una cámara EM-CCD monocroma de alta sensibilidad espectral y velocidad, así como de un sistema de incubación para realizar ensayos de adquisición de imágenes de fluorescencia a lo largo del tiempo con muestras vivas bajo condiciones controladas de CO2 y temperatura.

Microdisección por Captura Láser

La microdisección por captura láser permite el aislamiento de regiones de interés a partir de secciones tisulares criocongeladas o FFPE, poblaciones celulares o incluso células individuales específicas a partir de muestras fijadas o vivas, marcadas con técnicas de inmunohistoquímica, inmunofluorescencia o que expresan moléculas de interés fusionadas a proteínas fluorescentes, para posteriormente realizar su estudio genómico o proteómico.

La imposibilidad de aislar grupos puros de células representaba una limitación fundamental en el estudio de un tipo celular concreto, hasta que la aparición y evolución de las técnicas de microdisección, dio lugar a la microdisección por captura láser, una técnica eficaz, precisa y totalmente libre de contaminación ambiental, destinada a investigadores interesados en separar poblaciones celulares o células únicas específicas para su posterior análisis molecular.

La Unidad de Microscopía e Imagen Molecular cuenta con importante tecnología en el área de la microdisección por captura láser, como es el Microdisector Láser PALM Microbeam IV (Zeiss). Las secciones de tejido o células se observan con el microscopio óptico invertido Axio Observer Z.1 (Zeiss), que proporciona una alta calidad de imagen. A través del monitor del ordenador equipado con el software PALMRobo, se pueden localizar las áreas de tejido o células de interés de manera rápida y fácil. A continuación, el dibujo a mano alzada o mediante figuras predeterminadas permite seleccionar grupos celulares o células únicas, que serán cortados de forma automática y precisa por el láser UV (355 nm) y catapultados en la tapa adhesiva del tubo colector para su posterior estudio molecular. Además, el microdisector láser cuenta con un sistema “Cap Check” para comprobar la presencia de la muestra catapultada en el tubo colector, proporcionando de esta forma una mayor fiabilidad al sistema.

La Unidad dispone de los siguientes equipos de microscopía de epifluorescencia, microscopía láser confocal, microscopía TIRF y microdisección por captura láser, cuyas principales características son:

Microscopios de Epifluorescencia:

  • Microscopio Nikon Eclipse 50i:Microscopio vertical con objetivos 10x, 20x, 40x (en seco) y 100x (inmersión en aceite), técnicas de luz transmitida (campo claro, contraste de fases y DIC) y filtros (DAPI, FITC y TxRed).
  • Microscopio Nikon Eclipse 80i:Microscopio vertical con objetivos 10x, 40x (en seco) y 100x (inmersión en aceite), técnicas de luz transmitida (campo claro y DIC) y filtros (DAPI, FITC, TxRed, FITC/TxRed, SP.GOLD y SP.AQUA).
  • Microscopio Nikon Eclipse 90i ProScanIII: Microscopio vertical con cámara espectral (420-720 nm), objetivos 2x, 10x, 20x y 40x (en seco), técnicas de luz transmitida (campo claro y DIC), filtros (DAPI, FITC, E-94 (Naranja) y E-93 (Rojo)) y completamente motorizado.
  • Microscopio Nikon Eclipse TE2000-U,Microscopio invertido con objetivos 4x, 10x, 20x, 40x y 60x (en seco), técnicas de luz transmitida (campo claro y contraste de fases) y filtros (DAPI, FITC y TxRed).
  • Microscopio Zeiss Axio Imager A.1:
    Microscopio vertical con objetivos 5x, 10x, 20x (en seco), 63x y 100x (inmersión en aceite), técnicas de luz transmitida (campo claro y contraste de fases) y filtros (BFP, DAPI, A488 y Rhod).

Microscopio Láser Confocal Zeiss LSM 710

    • Microscopio Láser Confocal invertido con 5 líneas de láser de excitación: Diodo (405 nm), Argón (458, 488, 514 nm), HeNe (543 nm), HeNe (594 nm) y HeNe (633 nm), objetivos 10x, 20x (en seco), 40x, 63x (inmersión en aceite) y 63x (inmersión en agua y glicerol), técnicas de luz transmitida (campo claro y DIC), filtros (DAPI, GFP y DsRed), con 3 canales de detección internos o fotomultiplicadores (PMTs), completamente motorizado y sistema de incubación con control de CO2 y temperatura para realizar ensayos “in vivo”.

Microscopio Epifluorescencia con módulo TIRF Nikon Eclipse Ti-E

    • Microscopio Epifluorescencia con módulo TIRF invertido con 4 líneas de láser de excitación: Diodo (405 nm), Argón (457, 477, 488 y 514 nm), Diodo (561 nm) y Diodo (638 nm), objetivos 10x, 40x (en seco), 100x TIRF (inmersión en aceite), técnicas de luz transmitida (campo claro y contraste de fases), filtros (DAPI, YFP, G2-A y TIRF GFP/RFP), con cámara monocroma de alta sensibilidad EM-CCD Andor iXON DU885, completamente motorizado, sistema de enfoque perfecto integrado (PFS) y cabina de incubación con control de CO2 y temperatura para realizar ensayos con muestras vivas.

Microdisector Láser Zeiss PALM Microbeam IV

    • Microdisector Láser invertido con 1 línea de láser de excitación del rango UV (355 nm), objetivos 10x, 20x, 40x y 63x (en seco), técnicas de luz transmitida (campo claro, contraste de fases y DIC), filtros (DAPI, GFP y Rhod), completamente motorizado, alta precisión en el corte y catapultado y con sistema «cap check» para comprobar la presencia de la muestra catapultada en la tapa adhesiva del tubo colector.

Softwares de adquisición, procesamiento y análisis de imagen:

Listado de servicios

01Microscopía convencional de transmisión y epifluorescencia.
  • Adquisición de imágenes con técnicas de luz transmitida: campo claro, contraste de fases y contraste interferencial (DIC).
  • Adquisición de imágenes de fluorescencia: a partir de muestras fijadas que presentan un sólo fluorocromo (marcaje simple) o varios (marcaje múltiple).
02Microscopía láser confocal multiespectral.
  • Múltiple marcaje: adquisición de imágenes de elevada resolución, nitidez y contraste a partir de muestras fijadas que presentan múltiples marcadores fluorescentes sin solapamiento de señales mediante la detección a medida de los espectros de emisión de cada fluorocromo.
  • Co-localización: análisis de la coincidencia en la distribución de las señales en muestras con marcadores fluorescentes. Representación del grado de co-localización entre moléculas fluorescentes mediante: histogramas biparamétricos (gráfico que muestra las intensidades de fluorescencia enfrentadas de los marcajes de interés), máscara (imagen representativa únicamente de los píxeles que co-localizan en ambos marcajes fluorescentes) y coeficiente de co-localización (índice que cuantifica el nivel de co-localización de las señales fluorescentes).
  • Z-Stack: obtención de secciones ópticas en el eje Z de la muestra y superposición de las imágenes generando proyecciones máximas de planos que permiten visualizar reconstrucciones 3D del espécimen.
  • Tile Scan: adquisición de una imagen tipo mosaico de la muestra mediante la captura y unión de múltiples imágenes a lo largo de los ejes XY.
03Time Lapse Microscopy Imaging.
  • Ensayos “in vivo”: adquisición de secuencias de imágenes de muestras vivas con técnicas de luz transmitida y/o fluorescencia a lo largo del tiempo en condiciones controladas de CO2 y temperatura. Además de la aplicación de parámetros de multiposición y/o seccionamiento óptico generando imágenes XYT ó XYZT.
04Fotoactivación.
  • Ensayos de fotoactivación: captura de imágenes previas a la fotoactivación de muestras vivas que expresan la molécula de interés fusionada a una proteína fluorescente fotoactivable, selección y activación de una región de interés (ROI) en la muestra con la línea de láser adecuada y adquisición de una secuencia de imágenes a lo largo del tiempo para analizar la distribución dinámica de la molécula fluorescente de interés.
05FRAP: Fluorescence Recovery After Photobleaching.
  • Ensayos de recuperación de la fluorescencia después del fotoblanqueamiento: obtención de imágenes previas al fotoblanqueamiento de muestras vivas que expresan la molécula de interés fusionada a una proteína fluorescente, selección y fotoblanqueamiento de una región de interés (ROI) en la muestra con la línea de láser adecuada a máxima potencia y captura de una secuencia de imágenes a lo largo del tiempo para analizar la movilización de la molécula de interés mediante la recuperación de la fluorescencia en dicha ROI.
  • Cuantificación y análisis de datos: normalización de resultados, obtención de gráficas de recuperación de la fluorescencia, cálculo de la fracción móvil e inmóvil y del tiempo medio de recuperación de la fluorescencia.
06FLIP: Fluorescence Loss in Photobleaching.
  • Ensayos de pérdida de la fluorescencia en el fotoblanqueamiento: captura de imágenes previas al fotoblanqueamiento de muestras vivas que expresan la molécula de interés fusionada a una proteína fluorescente, selección y fotoblanqueamiento continuo de una región de interés (ROI) en la muestra con la línea de láser correspondiente a máxima potencia y obtención de una secuencia de imágenes a lo largo del tiempo para analizar la distribución dinámica de la molécula de interés mediante la pérdida o disminución generalizada de moléculas fluorescentes en la muestra.
  • Cuantificación y análisis de datos: normalización de resultados y obtención de gráficas de pérdida de la fluorescencia de la molécula de interés.
07FRET: Fluorescence Resonance Energy Transfer.
  • Ensayos de transferencia de energía de resonancia fluorescente: análisis de interacciones intra o intermoleculares, cambios conformacionales o procesos de proteolisis de la molécula de interés fusionada a un par FRET.
  • Asesoramiento en la preparación de muestras: selección de los pares FRET (donador y aceptor) más adecuados entre proteínas fluorescentes o anticuerpos secundarios, análisis de la co-localización entre donador y aceptor, estudio del solapamiento parcial del espectro de emisión del donador con el espectro de excitación del aceptor y análisis del tiempo de vida de la fluorescencia emitida por el donador.
  • Selección del método de detección de FRET:
  • Método Acceptor Photobleaching (Fotoblanqueamiento del Aceptor): adquisición de imágenes previas al fotoblanqueamiento del donador y aceptor a partir de la muestra FRET excitados con las líneas de láser correspondientes, selección de una región de interés (ROI) en la imagen del aceptor, fotoblanqueamiento de forma continua del aceptor y posterior captura de imágenes del donador y aceptor excitados con las líneas de láser correspondientes.
  • Método Sensitized Emission (Emisión Sensibilizada): captura de imágenes de referencia del donador y aceptor a partir de las muestras control con las líneas de láser de longitudes de onda correspondientes, adquisición de imágenes del donador y aceptor en la muestra FRET con la línea de láser de excitación del donador y por último, adquisición de imagen sólo del aceptor en la muestra FRET con la línea de láser de excitación del aceptor.
  • Cuantificación y análisis de datos: normalización de resultados, obtención de gráficas de la intensidad de fluorescencia del donador y aceptor, y cálculo píxel a píxel codificado en una imagen pseudocoloreada que muestra el % de eficiencia de FRET.
08Microscopía TIRF: Total Internal Reflection Fluorescence.
  • Ensayos de microscopía de Fluorescencia de Reflexión Interna Total (TIRF): adquisición de imágenes de fluorescencia de células fijadas o vivas, mediante excitación selectiva de fluoróforos localizados en la región adyacente a la interfase muestra/vidrio con la línea de láser adecuada (488 nm y/ó 561 nm) y detección de la señal emitida con cámara EM-CCD monocroma de alta sensibilidad y bajo ruido, en condiciones controladas de CO2 y temperatura en el caso de especímenes vivos, para analizar procesos dinámicos de movilidad celular, agregación y adhesión de proteínas, endocitosis, exocitosis, tráfico vesicular, que se desarrollan en la zona de contacto entre la membrana plasmática basal de las células y el vidrio o sustrato sobre el que se adhieren.
09Microdisección y catapultado láser.
  • Células fijadas: catapultado mediante láser UV de células marcadas con técnicas de inmunohistoquímica o inmunofluorescencia.
  • Secciones de tejidos: microdisección y catapultado mediante láser UV de regiones de interés a partir de secciones tisulares criocongeladas o FFPE, marcadas con técnicas de inmunohistoquímica o inmunofluorescencia para realizar ensayos posteriores de extracción de DNA (PCR, análisis de mutaciones, SNPs…), RNA (qRT-PCR, análisis de expresión, microarrays...) o proteínas (inmunoblot, geles 2D, MALDI-TOF…).
10Asesoramiento técnico en el diseño de los experimentos.
  • La unidad proporciona apoyo técnico en el diseño de los experimentos y la correcta preparación de las muestras.
11Soporte técnico en el procesamiento y análisis de imágenes.
  • Ofrecemos soporte técnico en el procesamiento y análisis de imágenes mediante la utilización de diferentes softwares (Zen 2010, AxioVision, PALMRobo, MetaMorph, NIS-Elements, Image J y Adobe Photoshop), así como en la correcta interpretación y presentación de los datos de imágenes obtenidos.
12Suministro de material fungible para ensayos “in vivo” de microscopía láser confocal, microscopía TIRF y microdisección por captura láser.
  • Microscopía Confocal:
  • Microdisección y catapultado láser:

La Unidad de Microscopía e Imagen Molecular se encuentra bajo la dirección científica de la Dra. María Morell Hita, quien posee 20 de años de experiencia en investigación biomédica.

La Dra. Morell Hita recibió su formación predoctoral en el Instituto de Parasitología y Biomedicina “López-Neyra” del Consejo Superior de Investigaciones Científicas (IPBLN-CSIC), obteniendo el título de doctora en el año 2004 por la Universidad de Granada. Posteriormente, realizó una estancia postdoctoral de 5 años en la Universidad de Michigan, en la que se especializó en el campo de las células madre embrionarias, recibiendo formación en microscopía láser confocal, captura mediante láser, así como en el procesamiento de tejidos, técnicas generales de histología, procesamiento y adquisición de imágenes histológicas. Además, amplió su experiencia postdoctoral en el IPBLN-CSIC, trabajando con distintos modelos animales de enfermedades autoinmunes, siendo las técnicas de histología, microscopía óptica y de fluorescencia sus principales herramientas de trabajo. Desde el año 2014, trabaja en el centro GENYO como investigadora sénior en el grupo de la Dra. Alarcón-Riquelme de “Genética de enfermedades complejas”, haciendo uso del equipamiento disponible en la Unidad de Microscopía. Ha dirigido una tesis doctoral y ha formado a distintos estudiantes de grado, formación profesional y experimentación animal. Además de llevar a cabo su línea de investigación en el grupo de “Genética de enfermedades complejas”, y en estrecha colaboración con la responsable técnica la Dra. Raquel Marrero, ofrece asesoramiento científico en la adquisición de nueva infraestructura científico-tecnológica para la Unidad de Microscopía, participa en la solicitud de ayudas en las diferentes convocatorias públicas para conseguir financiación destinada a la contratación de personal técnico, promueve el desarrollo de nuevas aplicaciones en colaboración con los diferentes grupos de investigación y fomenta la creación de alianzas entre GENYO y otras entidades externas como universidades, instituciones del sector científico-sanitario y empresas biotecnológicas.

La responsabilidad técnica de la unidad corresponde a la Dra. Raquel Marrero Díaz, quien obtuvo el grado de Doctora por la Universidad Complutense de Madrid en 2009. Desarrolló su tesis doctoral en la Unidad de Microscopía Confocal del Centro Nacional de Investigaciones Oncológicas del Instituto de Salud Carlos III, donde adquirió amplia formación y excelente experiencia en técnicas de microscopía de epifluorescencia y microscopía láser confocal avanzadas como fotoactivación, FRAP, FLIP, FRET, time-lapse microscopy imaging, así como en el procesamiento y análisis de imagen. Actualmente, en GENYO se encarga del manejo, mantenimiento y adecuado funcionamiento de los equipos de microscopía y microdisección láser, ofrece asesoramiento a los usuarios internos y externos sobre el diseño de los experimentos y la correcta preparación de las muestras, imparte cursos de formación al personal investigador tanto en técnicas de microscopía como en los diferentes sistemas de procesamiento y análisis de imagen, y desarrolla nuevas técnicas y aplicaciones avanzadas en colaboración con la responsable científica para aumentar la calidad de la cartera de servicios ofertados por la unidad.

Contacto

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