Listado de servicios:


1. Microscopía convencional de transmisión y epifluorescencia.

  • Adquisición de imágenes con técnicas de luz transmitida: campo claro, contraste de fases y contraste interferencial (DIC).

  • Adquisición de imágenes de fluorescencia: a partir de muestras fijadas que presentan un sólo fluorocromo (marcaje simple) o varios (marcaje múltiple).

2. Microscopía láser confocal multiespectral.

  • Múltiple marcaje: adquisición de imágenes de elevada resolución, nitidez y contraste a partir de muestras fijadas que presentan múltiples marcadores fluorescentes sin solapamiento de señales mediante la detección a medida de los espectros de emisión de cada fluorocromo.




  • Co-localización: análisis de la coincidencia en la distribución de las señales en muestras con marcadores fluorescentes. Representación del grado de co-localización entre moléculas fluorescentes mediante: histogramas biparamétricos (gráfico que muestra las intensidades de fluorescencia enfrentadas de los marcajes de interés), máscara (imagen representativa únicamente de los píxeles que co-localizan en ambos marcajes fluorescentes) y coeficiente de co-localización (índice que cuantifica el nivel de co-localización de las señales fluorescentes).


  • Z-Stack: obtención de secciones ópticas en el eje Z de la muestra y superposición de las imágenes generando proyecciones máximas de planos que permiten visualizar reconstrucciones 3D del espécimen.


  • Tile Scan: adquisición de una imagen tipo mosaico de la muestra mediante la captura y unión de múltiples imágenes a lo largo de los ejes XY.

3. Time Lapse Microscopy Imaging.

  • Ensayos “in vivo”: adquisición de secuencias de imágenes de muestras vivas con técnicas de luz transmitida y/o fluorescencia a lo largo del tiempo en condiciones controladas de CO2 y temperatura. Además de la aplicación de parámetros de multiposición y/o seccionamiento óptico generando imágenes XYT ó XYZT.

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4. Fotoactivación.

  • Ensayos de fotoactivación: captura de imágenes previas a la fotoactivación de muestras vivas que expresan la molécula de interés fusionada a una proteína fluorescente fotoactivable, selección y activación de una región de interés (ROI) en la muestra con la línea de láser adecuada y adquisición de una secuencia de imágenes a lo largo del tiempo para analizar la distribución dinámica de la molécula fluorescente de interés.

5. FRAP: Fluorescence Recovery After Photobleaching.

  • Ensayos de recuperación de la fluorescencia después del fotoblanqueamiento: obtención de imágenes previas al fotoblanqueamiento de muestras vivas que expresan la molécula de interés fusionada a una proteína fluorescente, selección y fotoblanqueamiento de una región de interés (ROI) en la muestra con la línea de láser adecuada a máxima potencia y captura de una secuencia de imágenes a lo largo del tiempo para analizar la movilización de la molécula de interés mediante la recuperación de la fluorescencia en dicha ROI.

  • Cuantificación y análisis de datos: normalización de resultados, obtención de gráficas de recuperación de la fluorescencia, cálculo de la fracción móvil e inmóvil y del tiempo medio de recuperación de la fluorescencia.

6. FLIP: Fluorescence Loss in Photobleaching.

  • Ensayos de pérdida de la fluorescencia en el fotoblanqueamiento: captura de imágenes previas al fotoblanqueamiento de muestras vivas que expresan la molécula de interés fusionada a una proteína fluorescente, selección y fotoblanqueamiento continuo de una región de interés (ROI) en la muestra con la línea de láser correspondiente a máxima potencia y obtención de una secuencia de imágenes a lo largo del tiempo para analizar la distribución dinámica de la molécula de interés mediante la pérdida o disminución generalizada de moléculas fluorescentes en la muestra.

  • Cuantificación y análisis de datos: normalización de resultados y obtención de gráficas de pérdida de la fluorescencia de la molécula de interés.

7. FRET: Fluorescence Resonance Energy Transfer.

  • Ensayos de transferencia de energía de resonancia fluorescente: análisis de interacciones intra o intermoleculares, cambios conformacionales o procesos de proteolisis de la molécula de interés fusionada a un par FRET.

  • Asesoramiento en la preparación de muestras: selección de los pares FRET (donador y aceptor) más adecuados entre proteínas fluorescentes o anticuerpos secundarios, análisis de la co-localización entre donador y aceptor, estudio del solapamiento parcial del espectro de emisión del donador con el espectro de excitación del aceptor y análisis del tiempo de vida de la fluorescencia emitida por el donador.

  • Selección del método de detección de FRET:
  •   

    -Método Acceptor Photobleaching (Fotoblanqueamiento del Aceptor): adquisición de imágenes previas al fotoblanqueamiento del donador y aceptor a partir de la muestra FRET excitados con las líneas de láser correspondientes, selección de una región de interés (ROI) en la imagen del aceptor, fotoblanqueamiento de forma continua del aceptor y posterior captura de imágenes del donador y aceptor excitados con las líneas de láser correspondientes.

    -Método Sensitized Emission (Emisión Sensibilizada): captura de imágenes de referencia del donador y aceptor a partir de las muestras control con las líneas de láser de longitudes de onda correspondientes, adquisición de imágenes del donador y aceptor en la muestra FRET con la línea de láser de excitación del donador y por último, adquisición de imagen sólo del aceptor en la muestra FRET con la línea de láser de excitación del aceptor.

  • Cuantificación y análisis de datos: normalización de resultados, obtención de gráficas de la intensidad de fluorescencia del donador y aceptor, y cálculo píxel a píxel codificado en una imagen pseudocoloreada que muestra el % de eficiencia de FRET.

8. Microscopía TIRF: Total Internal Reflection Fluorescence.

  • Ensayos de microscopía de Fluorescencia de Reflexión Interna Total (TIRF): adquisición de imágenes de fluorescencia de células fijadas o vivas, mediante excitación selectiva de fluoróforos localizados en la región adyacente a la interfase muestra/vidrio con la línea de láser adecuada (488 nm y/ó 561 nm) y detección de la señal emitida con cámara EM-CCD monocroma de alta sensibilidad y bajo ruido, en condiciones controladas de CO2 y temperatura en el caso de especímenes vivos, para analizar procesos dinámicos de movilidad celular, agregación y adhesión de proteínas, endocitosis, exocitosis, tráfico vesicular, que se desarrollan en la zona de contacto entre la membrana plasmática basal de las células y el vidrio o sustrato sobre el que se adhieren.

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9. Microdisección y catapultado láser.

  • Células fijadas: catapultado mediante láser UV de células marcadas con técnicas de inmunohistoquímica o inmunofluorescencia.

  • Secciones de tejidos: microdisección y catapultado mediante láser UV de regiones de interés a partir de secciones tisulares criocongeladas o FFPE, marcadas con técnicas de inmunohistoquímica o inmunofluorescencia para realizar ensayos posteriores de extracción de DNA (PCR, análisis de mutaciones, SNPs…), RNA (qRT-PCR, análisis de expresión, microarrays...) o proteínas (inmunoblot, geles 2D, MALDI-TOF…).

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10. Asesoramiento técnico en el diseño de los experimentos.

La unidad proporciona apoyo técnico en el diseño de los experimentos y la correcta preparación de las muestras.

11. Soporte técnico en el procesamiento y análisis de imágenes.

Ofrecemos soporte técnico en el procesamiento y análisis de imágenes mediante la utilización de diferentes softwares (Zen 2010, AxioVision, PALMRobo, MetaMorph, NIS-Elements, Image J y Adobe Photoshop), así como en la correcta interpretación y presentación de los datos de imágenes obtenidos.

12. Suministro de material fungible para ensayos “in vivo” de microscopía láser confocal, microscopía TIRF y microdisección por captura láser.